制備穩轉株的實驗步驟

一．準備及預實驗

1、確定細胞系相關信息：需包括如下內容

細胞系名稱

細胞培養條件

細胞增殖速度

支原體污染情況

2、查閱慢病毒感染該細胞的MOI值

3、預實驗確定篩選藥物用量：

（1）查閱Puromycin/Blastincidin在目的細胞中穩轉株篩選的致死用量信息；參考查閱得到的數據，確定3個藥物濃度梯度（如沒有相關信息，則需將藥物濃度梯度范圍增大，數量增多至6個）；

（2）D0將細胞鋪于6孔板中，使D1細胞融合度約90%；D1按（1）中設置的藥物梯度，加入藥物；

（3）D4換液，并重新加入藥物；

（4）D7觀察，找到致死率100%的孔，該孔使用的藥物濃度，即為藥物篩選濃度。

二．穩轉株篩選及構建

注：以下實驗參數，按1株穩轉株為例描述，實驗需考慮有無對照穩轉株！

1、細胞鋪板：D0將細胞接種于6孔板中（4個孔），使D1細胞融合度約70%

病毒感染：

2、慢病毒上清：分別棄去6孔板中3個孔的0.5毫升培養基、1毫升培養基、2毫升培養基和，分別加入2毫升慢病毒上清、1.5毫升慢病毒上清和0.5毫升慢病毒上清；

3、純化慢病毒：選3個孔，并可按推薦MOI、大于此MOI及小于此MOI，共三個MOI值，添加慢病毒；

4、觀察感染效率：感染后72小時，觀察感染效率，效率高于80%最佳，最低不應低于40%，選擇1-2個感染效率較好的孔。

5、篩選：

(1)多克隆穩轉株：從感染72小時后開始于6孔板中加篩選藥物，每隔2天，重新換液加入藥物。藥物篩選需至少持續14天，直至顯微鏡下觀察熒光細胞比例為100%。

注：第一次加入藥物時在上午進行，4-6小時后觀察細胞狀態，如細胞死亡過多，需更換新鮮不含藥物的培養基。

(2)單克隆穩轉株：建立在獲得多克隆穩轉株基礎上。

A、有限稀釋法：

a.取24個1.5毫升EP管，每管中加入800毫升完全培養基；

b.用胰酶將多克隆穩轉株消化（90%融合度，10毫升培養基終止消化），取80微升至第一個EP管中，混合均勻；

注：應使用1000微升槍尖，混合時不要過度吸打，以免破壞細胞。

c.從第一個EP管中取80微升至第二個EP管中，混合均勻，以此類推。

d.將EP管中的細胞懸液，以每孔100微升，接種于96孔板中；

e.過夜培養后，觀察第12-24列，尋找只含有1個細胞的孔，并做好標記；

f.培養3-4周，待標記孔中細胞擴增后，消化傳代擴增，即為單克隆穩轉株細胞。

注：培養的第一周不要換液，接下來每3-4天換液。

B、平板挑取法

a.計數100個多克隆穩轉株細胞，接種于一個10cm培養盤中；

注：盡量吹打均勻，防止細胞聚團。

b.過夜培養后，觀察并尋找單個細胞的位置，并在盤底做標記；

c.培養2周；

注：培養的第一周不要換液，接下來每3-4天換液。

d.待標記處的細胞擴增為肉眼可見的白點，使用10微升移液器，調至最大量程，在尖端吸取一點胰酶（約5微升，且尖端為空氣），緩慢滴至白點處，保持槍尖靜置在白點上，且不讓胰酶留出白點所在范圍，1min后，迅速吹打，將消化下的細胞轉移至96孔板中，傳代擴增，即為單克隆穩轉株細胞。約需2-3周。